Biopolym. Cell. 2017; 33(1):48-57.
Молекулярна та клітинна біотехнології
Розпластування і проліферація стромальних клітин кісткового мозку при культивуванні на поверхні біоактивних склокристалічних матеріалів
1Кірошка В. В., 2Саввова О. В., 1Божкова Ю. О., 1Тамарина І. В., 2Фесенко О. І.
- Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України
23, Переяслівська вул., Харків, Україна, 61015 - Національний технічний університет «Харківський політехнічний інститут»
вул. Кирпичова, 2, Харків, Україна, 61002
Abstract
Мета. Дослідити характер розпластування, структурну організацію цитоскелету, проліферацію стромальних клітин кісткового мозку при культивуванні на поверхні склокристалічних матеріалів (СКМ) різних за хімічним складом та розчинністю. Методи. В роботі було використано СКМ з різним співвідношенням CaO/P2O5. Структуру актинового цитоскелету клітин було візуалізовано за допомогою фаллоідину, коньюгованого з флуоресцентним барв-ником TRITC. Для оцінки проліферації клітин застосовували МТТ тест. Результати. Культивування клітин на СКМ серії В (атомне співвідношення Ca/P=5 на поверхні), призводило до появи фібробластоподобних форм клітин із рівномірним розташуванням компонентів актинового цитоскелету в усьому обсязі цитоплазми. У цьому випадку динаміка проліферації була аналогічною до такої, як при культивуванні на пластику. Зниження співвідношення Ca/P до 1,4 – 2,58 серій А та С призводило до зменьшення площі розпластування та індекса проліферації (у 2–3 рази) відносно контролю. Висновки. Основними факторами, які визначають поведінку клітин при взаємодії з СКМ, є розчинність матеріалу та співвідношення Ca/P на ростовій поверхні.
Keywords: склокристалічні матеріали, стромальні клітини кісткового мозку
Повний текст: (PDF, англійською)
References
[1]
Lanza RP, Langer R, Vacanti JP. Principles of tissue engineering. 4th ediition. Academic Press: Elsevier 2013, 1936 p.
[2]
Rezwan K, Chen QZ, Blaker JJ, Boccaccini AR. Biodegradable and bioactive porous polymer/inorganic composite scaffolds for bone tissue engineering. Biomaterials. 2006;27(18):3413-31.
[3]
Gerhardt L-C, Boccaccini AR. Bioactive glass and glass-ceramic scaffolds for bone tissue engineering. Materials. 2010; 3(7): 3867-910.
[4]
Hoppe A, Güldal NS, Boccaccini AR. A review of the biological response to ionic dissolution products from bioactive glasses and glass-ceramics. Biomaterials. 2011;32(11):2757-74.
[5]
Sarkisov PD. Controlled glass crystallization as the basis for synthesis of multifunctional glass-crystalline materials. Moscow: D. Mendeleev University of Chemical Technology of Russia. 1997. 218 p.
[6]
Jones JR, Tsigkou O, Coates EE, Stevens MM, Polak JM, Hench LL. Extracellular matrix formation and mineralization on a phosphate-free porous bioactive glass scaffold using primary human osteoblast (HOB) cells. Biomaterials. 2007;28(9):1653-63.
[7]
Gough JE, Notingher I, Hench LL. Osteoblast attachment and mineralized nodule formation on rough and smooth 45S5 bioactive glass monoliths. J Biomed Mater Res A. 2004;68(4):640-50.
[8]
Karageorgiou V, Kaplan D. Porosity of 3D biomaterial scaffolds and osteogenesis. Biomaterials. 2005;26(27):5474-91.
[9]
Hutmacher DW. Scaffolds in tissue engineering bone and cartilage. Biomaterials. 2000;21(24):2529-43.
[10]
Bianco P, Riminucci M, Gronthos S, Robey PG. Bone marrow stromal stem cells: nature, biology, and potential applications. Stem Cells. 2001;19(3):180-92. Review.
[11]
Ciapetti G, Ambrosio L, Marletta G, Baldini N, Giunti A. Human bone marrow stromal cells: In vitro expansion and differentiation for bone engineering. Biomaterials. 2006;27(36):6150-60.
[12]
Kim DH, Lee H, Lee YK, Nam JM, Levchenko A. Biomimetic nanopatterns as enabling tools for analysis and control of live cells. Adv Mater. 2010;22(41):4551-66.
[13]
International Organization for Standardization. Biological evaluation of medical devices: identification and quantification of degradation products from ceramics, ISO 10993-14:2001
[14]
Kim K, Dean D, Mikos AG, Fisher JP. Effect of initial cell seeding density on early osteogenic signal expression of rat bone marrow stromal cells cultured on cross-linked poly(propylene fumarate) disks. Biomacromolecules. 2009;10(7):1810-7.
[15]
Anokhina EB, Buravkova LB. [Heterogeneity of stromal precursor cells isolated from rat bone marrow]. Tsitologiia. 2007;49(1):40-7.
[16]
Huang Y, Siewe M, Madihally SV. Effect of spatial architecture on cellular colonization. Biotechnol Bioeng. 2006;93(1):64-75.
[17]
Lai JY, Lin PK, Hsiue GH, Cheng HY, Huang SJ, Li YT. Low Bloom strength gelatin as a carrier for potential use in retinal sheet encapsulation and transplantation. Biomacromolecules. 2009;10(2):310-9.
[18]
Huang Y, Siewe M, Madihally SV. Effect of spatial architecture on cellular colonization. Biotechnol Bioeng. 2006;93(1):64-75.
[19]
Davis JM. Ed. Basic Cell Culture. Oxford University Press, 2002. 408 p.
[20]
Gehrke P, Neugebauer J. Implant surface design: using biotechnology to enhance osseointegration. Interview. Dent Implantol Update. 2003;14(8):57-64.
[21]
Teixeira AI, Abrams GA, Bertics PJ, Murphy CJ, Nealey PF. Epithelial contact guidance on well-defined micro- and nanostructured substrates. J Cell Sci. 2003;116(Pt 10):1881-92.
[22]
Evans DJ, Britland S, Wigmore PM. Differential response of fetal and neonatal myoblasts to topographical guidance cues in vitro. Dev Genes Evol. 1999;209(7):438-42.
[23]
Karuri NW, Liliensiek S, Teixeira AI, Abrams G, Campbell S, Nealey PF, Murphy CJ. Biological length scale topography enhances cell-substratum adhesion of human corneal epithelial cells. J Cell Sci. 2004;117(Pt 15):3153-64.
[24]
Ducheyne P, Qiu Q. Bioactive ceramics: the effect of surface reactivity on bone formation and bone cell function. Biomaterials. 1999;20(23-24):2287-303.
[25]
Barinov SM, Shvorneva LI, Ferro D, Fadeeva IV, Tumanov SV. Solid solution formation at the sintering of hydroxyapatite–fluorapatite ceramics. Sci Tech Adv Mater. 2004; 5(5-6): 537-41.
[26]
Danilchenko SN. Structure and properties of calcium apatite’s regarding biomineralogy and biomaterial science (Review). Visnyk SSU, Ser Fiz-Mat Nauk. 2007; 2:33-59.
[27]
Sudarsanan K, Mackie PE, Young RA. Comparison of synthetic and mineral fluorapatite, Ca5(PO4)3F, in crystallographic detail. Math Res Bull. 1972; 7(11):1331-7.
[28]
Okazaki M, Tohda H, Yanagisawa T, Taira M, Takahashi J. Differences in solubility of two types of heterogeneous fluoridated hydroxyapatites. Biomaterials. 1998;19(7-9):611-6.
[29]
Driessens FCM. Formation and stability of calcium phosphates in relation to the phase composition of the mineral in calcified tissues. In: Bioceramics of calciumphosphate Eds de Groot K, CRC Press, Boxa Raton, Florida 1983: 1-32.
[30]
Gibson IR, Bonfield W. Novel synthesis and characterization of an AB-type carbonate-substituted hydroxyapatite. J Biomed Mater Res. 2002;59(4):697-708.
[31]
Lakhkar NJ, Lee IH, Kim HW, Salih V, Wall IB, Knowles JC. Bone formation controlled by biologically relevant inorganic ions: role and controlled delivery from phosphate-based glasses. Adv Drug Deliv Rev. 2013;65(4):405-20.
[32]
Thamilselvan V, Fomby M, Walsh M, Basson MD. Divalent cations modulate human colon cancer cell adhesion. J Surg Res. 2003;110(1):255-65.
[33]
Balaban NQ, Schwarz US, Riveline D, Goichberg P, Tzur G, Sabanay I, Mahalu D, Safran S, Bershadsky A, Addadi L, Geiger B. Force and focal adhesion assembly: a close relationship studied using elastic micropatterned substrates. Nat Cell Biol. 2001;3(5):466-72.
[34]
Chrzanowska-Wodnicka M, Burridge K. Rho-stimulated contractility drives the formation of stress fibers and focal adhesions. J Cell Biol. 1996;133(6):1403-15.
[35]
Hu DD, Barbas CF, Smith JW. An allosteric Ca2+ binding site on the beta3-integrins that regulates the dissociation rate for RGD ligands. J Biol Chem. 1996;271(36):21745-51.
